bob.com花卉组织培养技术

　　bob.com树上的花十分多，散发出淡淡的清香，令我在疲倦的时候解除疲劳，仿佛坠入花海，进入彩色的梦里，让我流连忘返。花卉是人们生活中不可缺少的必须品，种花养花则是很多人与花相伴的一种方式。如果想种植好花卉，就需要不断地学习相关的知识，人们有哪些种植花草的经验呢？急您所急，小编为朋友们了收集和编辑了“组织培养技术”，希望能对您有所帮助，请收藏。

　　植物组织培养即植物无菌培养技术，是根据植物细胞具有全能性的理论，利用植物体离体的器官、组织或细胞，如根、茎、叶、花、果实、种子、胚、胚珠、子房、花药、花粉以及贮藏器官的薄壁组织、维管束组织等，在无菌和适宜的人工培养基及光照、温度等条件下，能诱导出愈伤组织、不定芽、不定根，最后形成完整的植株。至今，世界各国在无性系繁殖、花卉育种、植株脱病毒和种质保存等方面，广泛应用组织培养技术。

　　1．无性系繁殖无性系繁殖是植物组织培养应用的主流之一，用植物组织培养进行无性繁殖的优点是，用材少，速度快，不受气候、季节、基质等自然条件的影响，比传统的常规繁殖方法要快得多，人们又叫它快速繁殖或微型繁殖。其常见繁殖方式有短枝扦插、芽增殖、原球茎、器官分化和胚状体发生。其中芽增殖在盆栽花卉繁殖中应用最为普遍，如草本植物四季秋海棠、鸡冠花、万寿菊、长春花，观叶植物蟆叶秋海棠、网纹草、花叶芋、天鹅绒竹芋，木本植物三角花、比利时杜鹃、月季、八仙花等，在生产实践中，均已取得较好的经济效益。原球茎培养在大花蕙兰、蝴蝶兰、美丽兜兰、石斛、春兰等兰科植物和肾蕨、凤尾蕨、鹿角蕨等观赏蕨的规模性生产中得到广泛应用。胚状体培养，据报道目前已在30个科150种植物上观察到它们的愈伤组织可以分化出胚状体，而盆栽花卉中的花叶芋、山茶花都是成功的范例。器官分化主要是从外植体直接产生不定芽或不定根，一般不通过从愈伤组织进行器官分化形成植株，因为其性状有可能发生变化或经过多次继代培养后，会丧失再生植株的能力。

　　胚培养：在花卉种间杂交或远缘杂交中，有时虽然能正常受精，但胚往往发育不完全或胚与胚乳间不亲和，不能得到种子，可采用胚的早期离体培养促使胚正常发育，培养出杂交后代。如山茶花、百合和鸢尾杂交中均采用幼胚培养，成功地收到了杂交种子。同时，在杂交中受精困难，也可把未受精的胚珠分离出来，在试管内用花粉受精来解决，这在草本花卉花菱草中已取得成功。bob.com

　　单倍体育种：利用花药培养诱导花粉形成单倍体，在试管培养中通过秋水仙素处理，使染色体加倍，而成为纯合二倍体植物，从而缩短新品种育种的时间，还有利于突变中隐性突变的分离。这在花卉的株型、花色、花型的大小或重瓣，叶型、叶色等产生变异，往往有直接利用价值。这在矮牵牛的育种中已应用。

　　体细胞杂交和植物基因工程：利用原生质体遗传操作技术，可以从原来不大可能进行杂交的不同属植物间获得体细胞杂种或核质杂种。可以通过摄取外源目的基因，定向改造植物的某些重要性状。

　　3．植株脱病毒用无性繁殖方法来繁衍的花卉种类如菊花、香石竹、郁金香、百合、白鹤芋等，不能通过种子途径去除病毒，用化学方法防治和高温处理往往成效不稳定。作为组织培养的无性繁殖材料，最好是去病毒组织，否则易导致病毒积累，危害加重。而植物的茎尖部分无维管束，病毒难以侵入。所以，茎尖培养是获得无病毒植株的最好途径。至今，茎尖培养脱毒法已在菊花、百合、香石竹、郁金香等盆栽花卉上推广使用。

　　4．种质保存用无性繁殖的植物，因没有种子，只能在植物园内长期栽培保存，耗费大量的土地和劳力。种质材料还易受自然环境的变化和病虫危害而流失。若用组织培养方法，保存愈伤组织、胚状体、茎尖等组织，可节省大量人力和物力。

　　1．材料的选用一般用于组织培养的材料称为外植体。常分为两类。一类是带芽的外植体，如茎尖、侧芽、鳞芽、原球茎等，组织培养过程中可直接诱导丛生芽的产生。其获得再生植株的成功率较高，变异性也较小，易保持材料的优良性状。另一类主要是根、茎、叶等营养器官和花药、花瓣、花轴、花萼、胚珠、果实等生殖器官。这一类外植体需要一个脱分化过程，经过愈伤组织阶段，再分化出芽或产生胚状体，然后形成再生植株。

　　外植体的取用与组织部位、植株年龄、取材季节以及植株的生理状态、质量，都对培养时器官的分化有一定影响。一般阶段发育年幼的实生苗比发育年龄老的栽培品种容易分化，顶芽比腋芽容易分化，萌动的芽比休眠芽容易分化。在组织培养中，最常用的外植体是茎尖，通常切块在0．5厘米左右，太小产生愈伤组织的能力差，太大则在培养瓶中占据空间太多。培养脱毒种苗，常用茎尖分生组织部，长度为0．1毫米以下。

　　2．外植体的消毒植物组培能否取得成功的重要因素之一，就是保证培养物在无菌条件下安全生长。为此，必须抓好外植体的消毒和实行无菌操作。

　　由于培养的植物材料大都采集于田间栽培植株，材料上常附有各种微生物，一旦被带入培养基，即会迅速繁殖滋长，造成污染，培养失败。所以培养前必须对外植体进行严格的消毒处理，消毒的尺度为既能全都杀灭外植体上附带的微生物，但又不伤害材料的生活力。因此，必须正确选择消毒剂和使用的浓度、处理时间及程序。目前，常用的消毒剂有次氯酸钙、氯化汞、次氯酸钠、双氧水、酒精（70％）等。具体消毒方法如下：

　　（1）茎尖、茎、叶片的消毒消毒前先用清水漂洗干净或用软毛刷将尘埃刷除，茸毛较多的用皂液洗涤，然后再用清水洗去皂液，洗后用吸水纸吸干表面水分，用70％酒精浸数秒钟，取出后及时用10％次氯酸钙饱和上清液浸泡10～20分钟。或用2％～10％次氯酸钠溶液浸泡6～15分钟。消毒后用无菌水冲洗3次，用无菌纱布或无菌纸吸干接种。

　　（2）根、块茎、鳞茎的消毒这类材料大都生长在土中，常带有泥土，挖取时易遭损伤。消毒前必须先用净水清洗干净，在凹凸不平处以及鳞片缝隙处，均用毛笔或软刷将污物清除干净，用吸水纸吸干后，在70％酒精中浸一下，然后用6％～10％次氯酸钠溶液浸5～15分钟，或用0．1％～0．2％氯化汞消毒5～10分钟，最后用无菌水清洗3～4次，用无菌纱布或无菌纸吸干后接种。

　　（3）果实、种子的消毒这类材料有的表皮上具有茸毛或蜡质，消毒前先用70％酒精浸泡几秒钟或2～10分钟，然后用饱和漂白粉上清液消毒10～30分钟或2％次氯酸钠溶液浸10～20分钟，消毒后去除果皮，取出内部组织或种子接种。直接用种子或果实消毒，经消毒后的材料均须用无菌水多次冲洗后接种。

　　（4）花药、花粉的消毒植物的花药外面常被花瓣、花萼包裹着，一般处于无菌状态，只需采用表面消毒即可接种。通常先用70％酒精棉球擦拭花蕾或叶鞘，然后将花蕾剥出，在饱和漂白粉上清液中浸泡10～15分钟，用无菌水冲洗2～3次，吸干后即可接种。

　　3．组织培养的条件接种后的培养容器置放培养室，室温应控制在23～26℃，每天12～16小时光照，光照度为1000～3000勒克斯。

　　4．外植体的增殖接种后的外植体要分化出丛状芽、愈伤组织或胚状体，必须对培养基及激素的种类和浓度进行严格的设计和筛选。常用的基本培养基为MS培养基，激素的种类和浓度对外植体的分化和增殖起到重要的作用。也就是说不同的花卉种类对激素的种类和浓度是有差别的（表4－－3）。

　　5．诱导生根继代培养形成的不定芽和侧芽等一般没有根，要促使试管苗生根，必须转移到生根培养基上，生根培养基一般应用1／2MS培养基，因为降低无机盐浓度有利于根的分化。同时，不同盆栽花卉诱导生根时所需要的生长素的种类和浓度是不同的（表4－4）。一般常用吲哚乙酸（IAA）、萘乙酸（NAA）和吲哚丁酸（IBA）三种。一般在生根培养基中培养1个月左右即可获得健壮根系。

　　6．组培苗的移栽生根或形成根原基的试管苗从无菌，温、光、湿度稳定环境中进入到自然环境中，从异养过渡到自养过程，必须经过一个炼苗过程。首先打开试管瓶塞放阳光充足处让其锻炼1～2天，然后取出幼苗用温水将琼脂冲洗掉，移栽到泥炭、珍珠岩、蛭石、砻糠灰等组成的基质中，基质使用前需高温消毒，移栽后要适当遮荫，可用塑料薄膜覆盖，保持较高空气湿度，温度维持在25℃左右，勿使阳光直晒，7～10天后要注意通风和补充浇水，约20～40天，新梢开始生长后，小苗可转入正常管理。

　　花卉繁殖，可分有性繁殖（种子繁殖）和无性繁殖（营养器官繁殖），而近来有不少种花卉已采用组织培养手段，这是一种新的常规繁殖方法。

　　用组织培养的方法进行繁殖是一项先进技术，可用极少量的繁殖材料，繁殖大量的植株，并可得到去病毒的壮苗，这在某些花卉的商品生产中已成为极有效的繁殖手段。

　　组织培养早在20世纪初即已开始，已有80多年的历史。近年发展很快，并广泛用于花卉登殖，现在由琼脂培养转向液体培养，即用发酵罐深层培养，形成微繁殖工业。目前又在研究人造种子，把用微繁殖技术形成的不定胚和芽条用球形胶囊包裹起来，形成人造种子。这种人造种子能在适宜条件下，生长发育成植物体。但这项技术还有很多问题需要进行研究。

　　培养基的成分主要包括无机盐类（分大量元素和微量元素）、有机物质（即维生素等）、车长调节物质以及碳源等四大类：

　　①无机盐类：植物所需的十大元素，除碳、氢、氧由水和空气中供给外，其他氮、磷、焊、硫、钙、镁、铁等七种均需加到培养基中；微量元素有硼、锰、锌、钥、钻、碘、铜等。

　　③生长调节质：主要有细胞分裂素和生长素两类。目前用得较多的细胞分裂素有：激动素、玉米素乃及异戊烯基腺嘌吟等，能促进芽的分化；生长素有吲跺乙酸、吲哚丁酸、萘乙酸，能促进生长。

　　④碳源：因组织培养时植物体处于他养情况下，故必须有能源供给，主要是蔗糖。

　　这些培养基中MS培养基应用最广泛。ER培养基与MS培养基相似。B5培养基在愈伤组织和悬浮培养方面做了不少试验，对有些植物很适合，SH培养基与B5相似。HE培养基为欧洲许多实验室所用，但矿物盐浓度稍低，应用范围不太广。在花卉组织培养中用MS培养基最多。

　　培养条件，按培养对象的种类不同而有所不同，温度条件一般在23～26℃左右的恒温条件下。光照条件对器官形成有作用，一般范围是1000～3000勒克司，每日12～16小时，高于3000勒克司有强烈抑制作用。培养室要求清洁卫生，减少污染。

　　在花卉组织培养实践中，用植物的组织或细胞培养成植株，也就是试管培养，可以通过三条途径。

　　通过由培养的组织，产生芽及根，器官发生由于培养材料的不同又可分为两方面：一是培养花卉植物的茎尖产生大量芽，再将芽分离转移培养成植株；二是培养花卉植物器官外植体产生不定芽，发育成植株。

　　将花卉植物体的一小片组织培养成愈伤组织，再诱导分化成芽和根，成为完整植株。

　　由培养的植株产生愈伤组织，再通过悬浮培养，或直接产生大量的胚状体，再发育成完整植株。

　　选定培养基以后，需把大量元素、微量元素、有机物都配成母液，扩大倍数为稀释液，贮存备用。使用时，根据所需配制的量，在稀释液中加一些肌醇、水解酪蛋白、蔗糖等，再加铁盐（需用乙二胺四乙酸二钠（Na2一EDTA）加硫酸亚铁配制成螫合铁）成营养液，然后吸取需用量，加入培养基中，再测其酸碱度（一般pH值在5．5～6．5之间即可），最后加琼脂煮沸后分装入三角瓶或试管中，封口待用。

　　消毒灭菌非常重要，关系到组织培养的成败。污染的途径是器皿、用具、材料的带菌，以及接种室的空气、墙壁、地板等的不清洁，故必须针对所提及的几方面，进行严密的消毒灭菌。

　　①培养基消毒：将配制分装好培养基的三角瓶或其他容器放入高压灭菌锅中，在15磅／英寸2的压力下，经20分钟高压灭菌即可。

　　②器皿与用具的消毒：接种用具及玻璃器皿、洗涤材料用的无菌水，用牛皮纸包好后和培养基一起放在高压灭菌锅中消毒灭菌。

　　③接种室消毒：接种室的地面及墙壁，在接种前后均要用1 ：50的新洁尔敏湿性消毒，每次接种前还要用紫外线%的酒精，在室内喷雾，以净化空气，最后是超净台台面消毒，可用新洁尔敏擦袜及70%酒精消毒。

　　④材料处理及消毒：花卉组织培养取嫩茎、花托、叶柄、叶片均可，取得材料后，需先清理，去掉多余部分，然后冲洗、洗涤剂洗涤、漂清后放入接种室或超净台上，用70％的酒精浸泡半分钟，进行表面消毒，再在10％的漂粉溶液中消毒10分钟左右，取出后用无菌水冲洗4～5次，即可接种。一般材料的选择以幼嫩部分为好。草花用嫩茎、花托为好；球根花卉用茎顶、鳞茎盘、鳞叶等为好。

　　接种用的钳子、解剖刀、接种针等均需在火焰上消毒后用，用后再消毒。将消毒好的材料置于培养皿中，用解剖刀切去其边缘，再切成小块接种在培养基上，使组织块与培养基密合，不得将材料陷于培养基中，接好后随即将瓶口封好待培养。

　　接种完毕后即可置于培养室，在恒温、加光条件下进行培养，培养一段时间后，根据情况将材料从诱导愈伤组织的培养基转到分化培养基（也有只用一种培养基就可直接诱导分化成绿苗的），最后转移到生根培养基上。

　　试管苗发根后，必须随即转移到栽培基质中去，这种基质可以用培养土、蛭石、珍珠岩等配成。将试管苗从瓶中耿出，洗去残存的培养基，移植到准备好的基质中去，随即用细喷壶喷水后加玻璃或塑料罩，3～4日内不必浇水，以后浇些清水，1周后见苗已挺直，可去罩浇培养液（过去所用培养基的大量及微量元素减半配成），以利生长，2～4周后可进行常规栽培。

　　杜鹃花为杜鹃花科杜鹃花属常绿或落叶小灌木，具有品种多、开花早、花色丰富、花期长等特点。近几年，由于扦插繁殖技术的发展，我国杜鹃花产量有了提高。但是，名贵品种因母本少、繁殖系数低，仍不能满足社会需要。而组织培养正是实现杜鹃花工厂化育苗的有效措施。下面将其简单介绍如下：

　　杜鹃花组织培养，通常使用的外植体为茎尖、茎节和花蕾等。因花蕾的分化较为困难，周期长；茎尖的取材受到一定限制，故国内多采用茎节为初代培养的外植体。

　　杀菌处理时，杀菌能力较强的升汞（氯化汞）易造成外植体材料的褐变死亡，不宜使用。试验表明，采用饱和的次氯酸钙液上清液或5％的次氯酸钠液作为灭菌剂，效果较好，处理时间为15至20分钟。为加强灭菌效果，还可加入1％的克菌丹或0.1％的吐温－20（山梨糖醇）配合使用。材料灭菌前的预处理，通常采用70％酒精浸泡，不超过30秒。此外，用中性洗涤剂进行材料的预处理，亦可有效降低其灭菌后的污染率。外植材料灭菌流程为：洗衣粉液浸泡20分钟?流水冲洗至清?70％酒精浸泡30秒?灭菌水冲洗1分钟?5％次氯酸钠浸泡15分钟?灭菌水漂洗3次，每次1分钟。如此，可将外植体污染率降低到15％以下。

　　杜鹃花组培所用培养基，为Andeson改良MS培养基：将MS培养基中的硝酸铵和硝酸钾用量分别减至1／4，取消了碘化钾成分，铁盐的用量增加一倍。因杜鹃花科植物原产于高山酸性土壤，培养基的pH值宜为5.0至5.4。培养室温度25℃，光照强度3000勒克斯，光照时间12至14小时。

　　杜鹃花在诱芽培养中使用的激素较一般植物有异，需要活性较强的细胞激动素类物质，才能达到满意的效果。试验表明，使用ZT的诱芽效应最为显著；添加KT的处理几乎无丛芽或侧芽发生，仅是原茎尖的伸长；而选用6－BA处理，则导致培养材料的褐变加剧，效果反不如对照。此外，在其后的增殖培养中，杜鹃花对细胞激动素种类的要求，仍以添加ZT为好。

　　国外在杜鹃花的组培中多使用2ip作为外源细胞激动素，效果较ZT好。但从经济的角度考虑，仍推荐使用ZT。

　　杜鹃花初代诱芽培养，NAA浓度不得超过0.1mg／L，ZT用量的增大对诱芽效应有明显促进作用。但提高ZT浓度时，NAA浓度不宜同步增加，ZT／NAA值较大为好。从经济培养的意义出发，初代培养的激素配比以ZT5＋NAA0.01（mg／L）为宜，培养1个月左右时，诱芽率即可达100％，诱芽系数6.5。

　　杜鹃花继代增殖培养，对细胞激动素要求比初代培养有所下降。虽然增殖效应仍随ZT用量的增加而上升，但已不如初代培养时那么明显。此外，用于增殖培养的材料性质不同，其增殖效应也不尽相同，品种间亦存在显著的差异性。供试品种中，‘小桃红’以采用丛芽为增殖培养体时的增殖系数较高（7.6）；而‘花春雨’则反之，以取用芽条时的反应为佳（7.5）。

　　杜鹃花组织培养，从接种到诱芽产生，所需的时间明显长于月季和菊花等，故其继代增殖培养的周期也较长。试验中分别以30天和45天为培养周期进行了统计，在各激素水平配比处理中，其增殖芽总数，培养45天要比培养30天的高出50％至80％。所以，杜鹃花组培过程中，过于频繁地切割、转换培养，反达不到快繁的目的。

　　杜鹃花的生根培养虽不十分困难，但对培养基的要求仍与一般植物不同。其一，基本培养中无机盐大量元素的用量不能减半；其二，蔗糖的用量仍为30g／L，生长素NAA的添加量以1.5至2.0mg／L为好，培养45天时的生根率为60％左右。

　　供生根培养的试管苗，要求高15厘米以上，具7片以上真叶，发育健壮。生根培养2周后始见发根，6周时达最高生根率。试验中曾发现，在增殖培养过程中用KT或6－BA取代ZT时，虽诱芽、增殖效应较差，但芽条发育较粗壮。因此，在增殖培养达到一定群体数量后，用KT或6?BA进行继代培养处理，可使生根率和移栽成活率明显提高。此外，在生根培养基中添加2g／L的活性炭，可使试管苗个体发育显著增强，1个月后生根率可达到90％以上。

　　国外的研究资料表明，某些常规繁殖（扦插）极难生根的植物，经组织培养后获得的试管苗，生根会容易很多。有些可不经生根培养直接移植到生根介质中，生根率可达100％，3至4周后即可移入温室进行盆栽。这种生根介质为泥炭土、蛭石、珍珠岩的混合物，pH以4至4.5为宜。

　　生根试管苗的移栽入土，栽培基质为1∶1的泥炭生＋蛭石混合物。表层要求过筛，以利根系附着；下层铺粗粒，以利基质渗水。移栽时用镊子去掉根部附着的培养基（不可损伤根系）。用镊尖将基质拨一小洞，把根系放入，覆土，轻轻压实，浇足水。试管苗移栽成活的关键是保证一定的温、湿条件，移栽环境和试管培养时的条件相差悬殊，常造成移栽苗生长不适或死亡。

　　试管生根苗的移栽虽然在全年均可进行，但在不具备生根室的情况下，仍以春、秋两季进行较为稳妥方便。

　　试验初期，鉴于杜鹃花外植体灭菌困难，可供试验的接种群体太小，不能满足正常试验的进行。为尽快筛选出合适的培养基配方及相应的培养条件，笔者结合杂交育种，采用杂交种子试管发芽的方法，再用试管实生苗的上胚轴为外植体进行研究，取得了事半功倍的效果。笔者发现，杜鹃花的杂种实生苗常规播种繁殖需3至5年才能开花，而经上胚轴培养的杂种实生苗，移栽后第二年即可开花，大大缩短了杂种实生苗的童期，对加快显花、结果类植物的育种进程具有重要意义。

　　一般来说，种子的灭菌处理较其他器官或组织容易得多。杜鹃花杂交种子的灭菌处理为：70％酒精表面浸泡1分钟，灭菌水漂洗后转0 ．1％升汞液浸泡10分钟，灭菌水漂洗3次，每次1分钟以上。灭菌后再剖实取籽、接种培养，接种两周始见发芽。出苗后取用上胚轴进行诱芽快繁，繁殖系数较高。成苗后，可取茎尖或茎节再培养，培养条件和方法同前。国内组织培养涉及新品种选育的不多，特别是在观赏园艺植物方面。从发展的角度看，组培技术要保持较强的生命力，就不该离开新品种的选育。因此，有机地将组培技术与杜鹃花新品种选育结合起来，对提高绿地植物景观的建设水平、促进杜鹃花的产业化发展，都是十分有益的。

　　外植体选取从生长在田间或盆栽的优良品种植株上，选取生长健壮、无病虫害的当年生枝条的茎尖和幼茎。取材最好在晴天正午，并且取用植株上部的幼茎。阴雨天或靠近地面的幼茎，表面污染较为严重，难于消毒。玫瑰除用茎尖和幼茎做外植体外，也可以用叶片、叶柄、根、茎、原生质体、胚、花药、子房、花萼和花托做外植体。

　　消毒灭菌及无菌苗的建立取玫瑰外植体，用5%～10%的次氯酸钠浸泡10～30min或用01%～02%的HgCl浸泡5～15min。用无菌水清洗7～10次后接种。也可先用75%的酒精浸泡20～30s再采用上述方法消毒。消毒灭菌完毕后，将幼茎切割成05～10cm长的至少带有一个节的切段，接种于培养基中。

　　中国兰新芽生长期正值南方高温高湿的多雨季节，杂菌繁衍猖獗，土壤、介质中带菌尤为严重。供接种取样的兰盆介质应尽少带杂菌，不施有机肥，放置在透光避雨处，当新芽初露时即让幼芽裸器上面。取6～13cm长的新芽，从植株基部切高，用刮刀除去根、赃物和外包叶2～3片，充分洗净后将材料再切取2～3cm长，在10％次氯酸的药液中消毒10分钟。如带菌严重，应用0.I1%升汞和饱和漂白粉上清波交叉消毒。灭菌后用无菌水冲洗数次，再放到灭菌滤纸上吸干水许，然后在解剖镜下无菌操作利取茎尖和腋芽。如果以去病毒为目的，所剥取的茎尖应在O.2mm以下，否则可剥取2mm以上茎类，带2个叶原基，有利于成活。

　　兰花各个部分的离体组织部能诱导形成原球茎，再经分化培养形成植株。一旦形成原球茎后，就能不断分割继队培养增殖起来，也就是建立了无性繁殖系。兰花的原球茎生命力强，遗传性状稳定，对快速繁殖及种质资源保存极为有利。

　　外植体接种后放置在23一25度的黑暗条件下培养，1～2十月后可分比出1至数个乳白色的原球茎，在解剖镜下观察类似桑果形状的园球突起，以后转绿，再经培养易呈根状茎（或呈树枝状的丛生形），。影响兰花原球茎诱导成功的因素有：

　　1、品种的影响：不同品种由于遗传类型、内源激素和多酚类物质含量等囚素的差异，诱导启动的难度也不尽相同。

　　2、培养基的影响：各品种对不同培养基的适应程度不一样。春兰类品种以White＋BA；＋NAA5＋CM8.5％和B11+BA＋NAA2为好。夏蕙、秋素等则以MS＋BA0.5＋NAA1十活性炭0.5％的培养基为好。初步观察，春兰品种适应以无机盐浓度和氨态氮含量低，而生长素含量高的培养基。夏蕙、秋素等品种则适应无机盐浓度较高、生长素含量较低的培养基。

　　3、新芽氏度及材料类别的影响：茎尖无论启动率和成功率均高于测芽以9～13公分的新芽诱导，成功率最高。

　　4、诱导启动后褐变死亡的影响：国兰品种的茎顶接种后成活并膨大呈桑果状原球茎因为启动，成功率尚好，但启动后容易褐变死亡，是国兰组培失败的原因之一。据四川农科院生物技术研究所的资料，褐变死亡数几乎占3／4。由于国兰芽端具有较多的多酚氧化酶，经茎项培养易褐化而死亡，如采用较大的外植体接种，降低培养温度、暗培养、尽量减少伤口面以及在培养基中附加褐变抑制剂（常用抗氧化剂，如芸香苷，柠檬酸等），或配合应用活性炭等，有减轻褐变死亡的效果。

　　（二）、兰科植物多通过原球茎途径分化形成植株。热带兰原球茎多呈园球状，国兰的原球茎则呈丛生状（根状茎）。原球茎形成阶段是兰花大量繁殖的有利阶段，是快速繁殖，提高增殖率的重要环节。茎尖，侧芽接种3～6个月后，根状茎形成时即可分割继代，增殖培养基以W和B11为基本培养基，附加NAA1～2的液体培养基为宜。放置在漫转速转床上加光培养（1～2转／分），每隔15天更换一次培养基，连续继代3～4次后，又转入相同成分，附加有活性炭（0.3％）和柠檬酸（500mg/1）的固体培养基，每月继代一次。液培、固培交替进行。增殖培养中，原球茎的分割不可太小；培养群体不宜太少；培养液则不可过多；继代培养时间不可太长，否则原球茎生长不良，甚至死亡。原球茎可以不断地再分割、增殖，这样就建立了无性系。国兰原球茎的继件次数和时间还有待探索，但从已继代3～5年的原球茎来看，仍保持正常的增殖和分比能力。

　　荷花(Ｎｅｌｕｍｂｏｎｕｃｉｆｅｒａ)为睡莲科莲属的宿根水生花卉,是中国的传统名花和重要的经济植物。我国荷花品种资源十分丰富,由于花莲多为自然杂交或人工杂交品种,播种繁殖难以保持原品种性状,再者花莲中的许多品种常因雌雄蕊瓣化而不易结实,因此,资源圃荷花品种传统的繁殖及保存方法主要采用分藕和大面积缸栽或池植[1]。但是,荷花的分藕繁殖系数较低,这个问题现已成为限制荷花种植业发展的主要障碍[2,3]。此外,有些品种因生长势弱,品种保存十分困难。为了能充分利用品种资源,及时为商业化生产提供大量优良种苗,同时又能为珍贵品种的保存开辟新途径,我们对一些珍贵荷花品种进行了组织培养试验,筛选出较为合适的培养基,并获得了大量荷花组培苗,现将试验结果报道如下。

　　试材取自杭州市园文局灵隐管理处曲院风荷水生植物资源圃,包括厦门碗莲、白玉、佛手观音、佛座和贵妃等5个珍贵品种。

　　选取以上品种的冬眠种藕,用水冲去污泥,然后将茎尖连叶鞘一起切下,用2%洗衣粉溶液轻轻刷净,自来水冲洗30ｍｉｎ后用纱布吸干,剥去外层叶鞘,置于超净工作台上。在75%酒精溶液中浸泡1ｍｉｎ,然后用0 1%升汞消毒10～12ｍｉｎ,消毒后无菌水冲4～5遍,再剥去内层叶鞘,接入培养基[4]。

　　试验中ＭＳ培养基为基本培养基,含琼脂5ｇ Ｌ,ｐＨ值5 8。在ＭＳ培养基中分别加入赤霉素ＧＡ0 2ｍｇ Ｌ和不同浓度的细胞分裂素ＢＡ(0 2～0 8ｍｇ Ｌ),培养一段时间后,观察不同激素水平对诱芽的影响。待幼叶长出后转入增殖培养基,在ＭＳ培养基中添加不同浓度的ＢＡ(0 2～1 0ｍｇ Ｌ)、ＧＡ(0～0 5ｍｇ Ｌ)和生长素ＩＢＡ(0～0 5ｍｇ Ｌ),观察不同激素水平对增殖的影响。在相同激素水平的情况下,用固体(加琼脂5ｇ Ｌ)和液体2种培养基进行增殖培养。若干天后,观察两者的增殖结果。将经增殖培养后带有茎段的小苗转入添加ＩＢＡ(0～1 8ｍｇ Ｌ)或生长素ＮＡＡ(0～1 4ｍｇ Ｌ)的生根培养基中,观察不同激素对生根的影响。培养室恒温为25℃,光照强度为2000ｌｘ,每天光照14ｈ。

　　将试管苗分别栽入营养液(Ｋ∶Ｎ∶Ｐ∶Ｍｇ∶Ｃａ=22∶13∶1∶1∶3)、黄沙、西湖淤泥(西湖淤泥∶泥炭∶基肥=8∶2∶2)等基质中,黄沙和西湖淤泥经高温灭菌,使用时加营养液呈稀糊状,调查试管苗的成活率。

　　经20ｄ培养后结果(表1)可见,各参试荷花品种芽的诱导率均以采用ＭＳ+ＢＡ0 4(ＢＡ0 4表示加入ＢＡ0 4ｍｇ Ｌ,下同)+ＧＡ0 2诱导培养基时最高。5个品种中,贵妃诱导率较低,仅10%～55%。而另4个品种,采用ＭＳ+ＢＡ0 4+ＧＡ0 2诱导培养基时,诱导率均在80%～90%。ＭＳ+ＢＡ0 2+ＧＡ0 2处理的诱导率虽然也比较高,但芽细小,叶柄细长,生长势弱。ＭＳ+ＢＡ0 8+ＧＡ0 2诱导培养基发出的芽比较粗壮,叶柄短,叶片卷曲、较厚,但诱导率较低,大约14ｄ以后有幼叶长出。试验结果可见,ＢＡ浓度高于0 4ｍｇ Ｌ,达到0 8ｍｇ Ｌ时,荷花的芽诱导受到了抑制,故诱导培养基以ＭＳ+ＢＡ0 4+ＧＡ0 2为好。

　　将已发芽并带幼叶的小苗转入不同激素、不同浓度的培养基中培养25ｄ后,发现厦门碗莲、白玉、佛手观音和佛座等4个品种的大多数小苗能发出1～3个新芽,部分小苗还能长出茎段,贵妃芽的增殖频率、芽的平均增殖系数和发出茎段的频率明显低于其它4个品种(表2,3,4)。

　　当在添加了ＢＡ0 8ｍｇ Ｌ的ＭＳ培养基中再添加ＧＡ0 5ｍｇ Ｌ或ＩＢＡ0 5ｍｇ Ｌ时,除贵妃外,其它4个品种的芽增殖频率均在70%～90%。但该2组处理的茎段增殖频率相差很大,添加ＧＡ0 5ｍｇ Ｌ的处理除贵妃外,均在55%以上;而添加ＩＢＡ0 5ｍｇ Ｌ的处理则都在0～10%。由此可见,ＢＡ无论和ＧＡ合用,还是和ＩＢＡ合用,芽的增殖频率相差不多,但ＧＡ可明显促进茎段的发生。试验结果还可以看出,随着ＢＡ浓度由低到高,芽的增殖频率也呈现由低到高的趋势。至ＢＡ0 8ｍｇ Ｌ时增殖率最高,而当ＢＡ浓度达到1 0ｍｇ Ｌ时,荷花茎段的发生则受到了抑制。从以上结果可见,荷花的增殖培养基以ＭＳ+ＢＡ0 8+ＧＡ0 5较合适。

　　用ＭＳ+ＢＡ0 8+ＧＡ0 5固体和液体2种培养基同时继代10ｄ,都能发出新芽。继代25ｄ后,两者的增殖频率差别不大(表5),液体培养基的平均增殖系数略低,但植株健壮,且不干枯;而固体培养基内会出现叶片及叶柄干枯的情况,且植株细弱。在实际操作中,两者交替使用,可达到好的效果。

　　增殖培养25～30ｄ,将带有茎段的小苗转入生根培养基培养20ｄ后可见,不同激素水平的对荷花根的促生作用有很大区别(表6),个别小苗在第7ｄ有根长出,多数在20ｄ后长根。当ＩＢＡ浓度分别为0 6ｍｇ Ｌ、1 0ｍｇ Ｌ和1 4ｍｇ Ｌ时,生根率呈现从低到高的趋势;当ＩＢＡ浓度达到1 8ｍｇ Ｌ时,生根率下降。试验结果可见,添加ＮＡＡ各处理的生根率都很小。ＬＳＤ法测定结果显示,试验处理中,以ＭＳ+ＩＢＡ1 4的生根率最高,均在55%以上,最高可达83 3%。

　　在移栽试验中我们发现,将已长根的小苗从瓶中轻轻移出后,须在自来水中放置2～3ｄ(每天换水),再植入备好的基质中,小苗栽植深度以2ｃｍ为宜,移栽14ｄ以后长出新根,30ｄ后发出新芽,此时,可逐渐提高水位。在营养液、黄沙及西湖淤泥等3种移栽基质中,黄沙和营养液荷花试管苗成活率分别为55 6%和45 5%,以西湖淤泥的成活率最高,达到72 7%。

　　诱芽培养基以选用ＭＳ+ＢＡ0 4ｍｇ Ｌ+ＧＡ0 2ｍｇ Ｌ最为理想,既能获得较高的诱导率,又能保证荷花生长健壮。增殖培养时,在ＭＳ培养基中添加ＢＡ0 8ｍｇ Ｌ或ＢＡ1 0ｍｇ Ｌ与ＧＡ配合使用,能获得较高的增殖率,但连续继代2次以上,会出现畸型苗,如果和ＢＡ0 4ｍｇ Ｌ+ＧＡ0 2ｍｇ Ｌ交替使用,能最大程度地避免这种情况发生。与此同时,还应将固体培养基和液体培养基交替使用,这样才能得到多而健壮的小苗。在生根培养中,ＩＢＡ的促生根作用明显优于ＮＡＡ。当2种激素的浓度同为1 4ｍｇ Ｌ时,ＩＢＡ最高生根率能达到83 3%,而ＮＡＡ只有13 3%,所以,荷花生根培养用ＩＢＡ效果较好。厦门碗莲、白玉、佛手观音和佛座等4个品种,在整个离体培养过程中生长情况区别不大,只有贵妃的诱芽率、增殖率和生根率都较低,这说明不同品种材料的异质性,应考虑调整培养基的激素水平[5]。试管苗出瓶后,先要在自来水中放置2～3ｄ洗净培养基质,再移入经消毒过的西湖淤泥,成活率可达72 7%。

　　蝴蝶兰的组织培养技术蝴蝶兰的组织培养技术蝴蝶兰为兰科多年生附--生草本，又名蝶兰，是兰科植物中栽培最为广泛的种类之一，主要分布在热带及亚热带地区。其花形奇特，色彩艳丽，bob.com花期持久，素有兰中皇后的美誉，具有极高的观赏和经济价值，在国内外花卉市场上极受欢迎。蝴蝶兰是单茎气生兰，植株上极少发育侧枝，比其他种类的兰花更难于进行常规无性养殖。组织培养是建立蝴蝶兰快速养殖无性系的重要手段。1 外植体的选择蝴蝶兰的茎尖、茎段、叶片、花梗侧芽、花梗节间、根尖等部位都已有培养成功的报道，方法各异，难度各有高低。蝴蝶兰不同外植体的成活率有差异，其中花梗侧芽的成活率最高，达75%；其次为花梗，成活率为 62.5%；叶片和根尖最差，分别为12.5%和 7.5%。针对不同外植体，取材方法也不同，通常取花梗节之间1~2cm长的幼嫩部分，切取长 2~3mm 的切段作为外植体。2 基本培养基的选择蝴蝶兰组织培养所采用的基本培养基包括 MS、1/2MS、VW、B5、KC、花宝及其改良型等，其中1/2MS对蝴蝶兰原球茎增殖效果最好。3 外源激素的选择目前常使用的外源激素主要是生长素类（如IAA、2,4-Ｄ和NAA）和细胞分裂素类（如BA、ZT、KT）。蝴蝶兰组织培养中常用的细胞分裂素为 6-BA，较高浓度（1~8mg/L）的 6-BA 能促进蝴蝶兰原球茎增殖，较低浓度（0.1~0.5mg/L）的 6-BA 则能促进原球茎分化。适宜浓度的 6-BA 配合较低浓度的 NAA，更有利于原球茎的增殖，2.0mg/L 6-BA 和 0.3mg/L NAA配合使用是蝴蝶兰原球茎增殖的最佳组合。4 培养基添加物对蝴蝶兰增殖和分化的影响蝴蝶兰组织培养中常加入一些天然物质如椰乳、香蕉泥、番茄汁、苹果汁等，这些物质能提供一些必要的微量营养成分、生理活性物质和生长激素等，如加入100~200mg/L香蕉泥，具有较大的 pH 缓冲作用，有利于兰科植物的壮苗和生根。许多资料也表明，添加适量的香蕉泥、椰乳或含胶质的果菜汁等均对原球茎增殖有明显促进效果。适量的添加物对蝴蝶兰丛生芽的诱导和生根也有一定的促进作用。培养基中添加活性炭，低浓度（0.5~1.0g/L）时对原球茎增殖影响不明显，但可促进蝴蝶兰生根；高浓度（2.0~3.0g/L）时对原球茎增殖有促进作用，但原球茎有黄化现象。蔗糖作为培养基的能源物质和渗透调节剂，对原球茎的增殖生长影响较大。蔗糖含量为 2%时，原球茎分化速度最快；蔗糖含量为2%~3%时，促进芽的形成；蔗糖含量为5%时，有利于根的分化和生长。蔗糖含量为3%~5%时，抑制原球茎的分化和生长，分化质量和分化速度都显著下降。5 原球茎继代中褐化的防治蝴蝶兰和其它兰科植物一样，原球茎状体在继代培养过程中易褐变死亡，不易增殖。在培养基中添加1~2g/L活性炭，适时切除培养物的褐化部分并及时更换新鲜培养基，能有效抑制外植体褐变死亡；培养基中加入10%椰子水，也能促进原球茎的生长，减少原球茎增殖过程中的褐变。蝴蝶兰的群体效应很明显，单芽容易褐化死亡，bob.com且增殖较慢，因此，刚诱导出的原球茎状体不能过早切割转移，在继代阶段接种时，应尽量避免切成单芽，增殖时切块也不宜过小，否则容易褐化死亡。6~8月份高温季节采芽排出的褐变物质多，成活率也最低，所以要避免在夏季采芽。6 外界条件对蝴蝶兰的影响培养基的pH值直接影响到培养物对离子的吸收，过酸或过碱都对植物材料生长有很大影响，此外，琼脂培养基的pH还影响到凝固情况。原球茎在pH值5.0~5.4的环境中生长最好，丛生芽的诱导与增殖在pH值5.6~5.8的环境中较好。蝴蝶兰在组织培养中，通常都以日光灯为光源，因此，可以人为地进行控制其光照强弱。光照强度对试管苗发根和生长势均有明显的影响。光照为3000lx对蝴蝶兰根诱导和植株生长有利。在诱导蝴蝶兰丛生芽过程中，由于所取的花梗芽为花芽，在培养过程中，较低的温度影响（15~22℃）会使大部分花梗芽发育成花芽；在较高温度（23~26℃）下培养，花梗花芽转化为营养芽，所以在进行蝴蝶兰丛生芽诱导时的适宜温度条件为（25２）℃。7 生根壮苗及移栽生根壮苗阶段关键在于严格筛选激素的种类和浓度，一般需降低培养基的激素含量，以便形成健壮苗。常用的生长素有IBA(0.3~1.5mg/L)、NAA(0.1~0.8mg/L)。添加GA3 0.1mg/L + NAA 0.1mg/L 的组合能明显提高生根率，且植株健壮，长势好。蝴蝶兰属热带气生兰，具气生根，栽培上要求根部通气良好。现在蝴蝶兰移栽常用基质有水苔、椰糠、蛇木、树皮等，以水苔效果较好。综上所述，用组培方法快繁蝴蝶兰较传统养殖方法有3个明显的优点：①节省育苗用地；②节省养殖材料，提高养殖系数；③利用茎尖脱毒培养，挽救因受病毒侵染而退化的优良品种，提高质量和欣赏价值。总之，组培快繁技术可大大提高生产效益和经济效益。.非洲菊组织培养快繁技术

　　非洲菊为多年生草本植物，传统的繁殖方法为播种或分株繁殖。但非洲菊种子寿命短、发芽率低，而且播种繁殖变异率很高，难以得到性状一致的种苗，因而不能用于规模生产；而分株繁殖则存在繁殖慢，易退化和传播病害，也不适于现代的大规模生产，因而目前国外一般都采用组织培养的方法来生产种苗。非洲菊的组培研究在国内已有报道，但均局限于对个别或少数品种的不同外殖体、不定芽诱导率及生长方面的研究，即局限于实验室阶段的研究。在本项目中，为配合非洲菊种质资源库的建立及在生产中迅速推广非洲菊的优良品种，尽快提高我国非洲菊切花的品质，我们不仅对多达45个非洲菊品种进行了组培快繁，做了研究、比较。同时，也对组培快繁过程中某些因素对以后大田生产、切花品质及产量的影响进行了探索。现将结果报告如下：

　　1.材料：试验材料为本所从国内外收集的所有非洲菊品种共计45个，取花梗长为1-3cm的花蕾，切取花托部位作为外殖体。

　　2.方法：将花梗在0.1％氯化汞溶液中消毒12分钟后取出， 用无菌水冲洗7-8次。切下花托部位并分切为3-5mm小块，放于诱导培养基上培养。置于光照1000lux，温度25±3℃下培养。

　　待诱导出的不定芽长至3-4片叶，叶长约3-4cm大小时切下，置于增殖培养基上，于光照1500-2000lux，温度25±3 ℃下进行增殖培养，周期为20-25天。

　　将丛芽切成单株芽苗，放于生根培养基上进行诱导生根，温度、光照条件与增殖阶段相同。经过一个月生根培养，将生根苗出瓶移栽到苗床并统计生根率。

　　结果表明，各品种之间产生不定芽的能力差异很大， 对四种培养基的反应也不同。其中皇后红粉佳人胭脂国王金边红在Ｃ培养基上不定芽诱导率最高；红太阳黑珍珠蛋黄红宝石灿烂紫薇则在Ｂ培养基上诱导率最高；而龙吐珠则只在Ｄ培养基上才可诱导出不定芽。

　　结果显示，各个品种之间在增殖的速度上存在显著差异。但在试验范围内，随BA浓度的提高，增殖速度相应提高。但在较高的BA浓度条件下芽苗会变细、变弱，且随BA浓度进一步提高，芽苗变得更加丛生、细弱。根据这种情况，生产中在努力提高芽苗增殖率的同时，还应保证分生芽苗的健壮。根据品种不同, 一般把增殖率控制在2.5 -5.0之间。

　　本项试验中，采用增殖速度中等的红宝石品种进行试验。结果表明，在BA浓度为0.5ppm以下时，除增殖率随BA 浓度增加而显著提高外，其余各项指标均无显著差异。而在BA浓度为1.0PPM及2.0PPM时，除增殖速度比BA浓度为0.25ppm时成倍增加外，试管苗还表现出细弱、矮化和脆化等现象，这些现象在BA2.0PPM时更加明显。同时生根率及移栽成活率也随BA浓度增加略有降低。这些在高浓度BA培养基上连续增殖15代以上的试管苗，移栽到大田后表现出旺盛的分孽力，叶短而多，同时切花产量明显降低，且花茎细而矮，花朵明显小于正常种苗。其中在BA2.0ppm的培养基中增殖的试管苗尤为突出。说明过高的BA浓度不仅会影响试管苗本身的质量，还会严重影响大田生产的切花的产量和品质。对生产中其它品种的观察也可得出同样结论。

　　该项试验所用品种仍为红宝石。从所示结果可以看出，增殖速度随着增殖代数的增加有明显提高。增殖到第30代时繁殖速度分别比第20代和第10代时提高7％和20％。这种随增殖代数增加而产生的培养材料对植物激素的依赖性减小的驯化现象在其它植物的组培中也有发现。试验中，在增殖30代以内虽然增殖速度有较显著提高，但对试管苗的质量，如试管苗的健壮与否、生根率及以后的大田生产中切花的质量和产量均无显著影响。

　　非洲菊试管苗大部分品种均易诱导生根。经25-30 天的生根培养，所有试验品种只有鸿运生根率低于70-80％，尚有待提高，其余品种的生根率均可达到90％以上，且平均每苗生根都在2.5 条以上。

　　将生根苗洗净根部附着物，移入苗床。一周内保持遮光80％和适当的湿度。一周后，适当增加光照，且每周淋一次无机液肥。在这种条件下，一般成活率均可达到85％以上。

　　1.各品种间由花托诱导出不定芽的能力差异很大，品种间对激素种类和激素浓度的需求也有很大差异。因此为了获得较高的不定芽诱导率，需要对激素的种类和水平作更广泛的试验。

　　2.由花托直接诱导出芽，同时将增殖培养基中激素水平和增殖速度控制在适当的水平，在增殖30代以内，非洲菊试管苗的总变异率均未超过2％。此外， 在保持相对低浓度的细胞分裂素水平的情况下，增殖30代以内的试管苗，移栽到大田后表现良好，没有明显的退化现象。表明该技术既可达到快速繁殖的目的，又可保证种苗的质量，可满足现代化大规模生产的需要。但更高代数的试管苗的相应表现还有待进一步观察。

　　3.组培快繁过程中植物激素特别是细胞分裂素浓度对以后大田生产的影响很大，当激素浓度过高时，会导致分孽太多，降低切花的产量和质量。因此，在组培快繁过程中，应避免细胞分裂素浓度过高。

　　4.通过对非洲菊组织培养技术的研究，不但将我所所有45个品种都建立了组培快繁体系, 随时为社会提供大批量的优质种苗，创造一定的经济效益；还可配合种质资源库的建立及良种繁育，把引进及自育最新优良品种及时、快速地推广到生产中去有利于迅速提高我国非洲菊切花品质。而组培快繁过程中的某些因素对以后大田生产的切花品质及产量的影响的研究结果，对完善非洲菊的试管苗生产技术，保证试管苗质量，促进非洲菊的规模化、产业化生产具有重要意义。

　　碱性，而杜鹃喜欢典型的酸性土壤，因而在繁殖和栽植上有一定的困难，只能做为温室棚栽花卉。杜鹃繁殖有播种、扦插、压条及嫁接、组织培养等几种。组织培养不需种子，只要用杜鹃的当年生的枝条的茎尖就可以了，在很短的时间里就可在试管里培养出大量的小杜鹃苗，而且它不受季节的限制，在冬季里也可培育杜鹃苗。

　　方法：首先，采取杜鹃当年生嫩枝顶芽，把它放在自来水下冲洗5 min，再把它放在烧杯里，然后倒入洗净液，并加入适量的水，用小毛刷搅拌，重复2次，然后用清水冲洗干净，把冲洗干净的茎尖再放入75%的酒精中浸泡1 min，在无菌超净工作台中用无菌水冲洗4～5次，再用0.1%升汞浸泡3 min，然后再用无菌水冲洗4～5次，最后接种到分化培养基中。其分化培养基为改良MS培养基，其培养基是去掉KI，调节NH4+与NO3-的比例，由原来的1∶2变为1∶1，pH值为5.0～6.5之间。

　　1个月后在其茎尖上分化出丛生芽。20 d后长成丛生苗，切取丛生芽，接种在生根培养基上，15 d后即形成白色幼根，20 d后根长2～3 cm，生根培养基为：

　　MS+IBA1.0～2.0 mg/l+NAA0.1～0.5 mg/l当杜鹃小苗在试管中生长20 d根长2～3 cm左右时，即可把试管苗移入温室大棚中炼苗，使试管苗适应外界环境，当试管苗在大田中炼苗4～5 d左右，把杜鹃小苗从试管中轻轻取出，放在其水温为25℃，pH值为5.0，01%溶液的多菌灵溶液中冲洗掉细根上的琼脂，

　　然后栽植在腐殖质土、苔藓、山泥以2∶1∶7的混合土质中。在大棚中盆栽需注意排水、浇水、喷雾等工作。当天移栽出的小苗要施一次肥，施肥时注意宜淡不宜浓，因为杜鹃根极细，施浓肥容易烂根。在菏泽地区，水多为碱性，故应适时浇矾肥水。矾肥水是用3 kg硫酸亚铁、香油渣5 kg、豆饼5 kg加水200 kg配成，必须经腐熟后即可稀释浇用。当杜鹃开花后要求适当增加氮肥，在夏季要适当地遮荫。

　　日本小叶常春藤为常春藤属中耐寒性较强的品种，植株生长健壮，茎叶浓绿，节间短粗，组织充实，露地越冬性能良好，在笔者所在的扬州地区已经受了－10℃至－15℃的低温考验。霜后茎叶略披红晕，为不可多得的冬绿型垂直绿化材料，具有很好的推广应用前景。采用茎节、叶片为外植体，进行组织培养无性系快繁，可有效解决生产应用过程中种源稀少、养殖速率低的矛盾。

　　采用多年生日本小叶常春藤一年生茎枝的茎节和叶片为外植体。茎节外植体初代培养，材料截成厚0．5厘米的小段，叶片外植体切为0.4×0.5厘米的方块。培养温度25℃，光照强度2000lx，光照时间每天12小时。

　　茎节外植体带菌度较高，但组织发育充实，故以中等强度灭菌剂处理为好，即70％酒精0.5分钟＋0.1％升汞10分钟，污染率为29.2％。若将0.1％升汞处理时间增加至15分钟，虽污染率下降至12.5％，但杀伤率将上升，总体存活率反而会下降，故不宜采用。茎尖外植体因其组织幼嫩，试验中虽使用最低强度5％的次氯酸钠处理15分钟，褐变死亡率仍高达72.9％；再降低灭菌强度，虽死亡率可以下降，但污染率又上升，在实际操作中较难掌握，故外植体的选用以茎节为宜。

　　初代培养效应与取材时期密切相关。4月初正值露地栽培植株萌芽期，接种后外植体萌发率最高，达82.4％；5月上旬取用的为当年萌生新梢，材料带菌度低，故接种后污染率最低，为20.1％；7月底进入高温多湿的梅雨季节，外植体带菌度急剧上升，灭菌困难，材料污染率上升，高达89.4％。故日本小叶常春藤的茎节组织培养，外植体取用时间以4月初到5月上旬为宜。

　　组织培养中，生长素和细胞激动素的添加，均以低浓度为宜。初代培养基以6－BA1.0毫克／升－1＋2.4－D0.1毫克／升－1为好，诱芽率可达90.5％，显著高于其他处理。bob.com诱芽生长量达1.2厘米，呈极显著变异水平。继代增殖培养，在6－BA1毫克／升－1水平，生长素配比量仍以低水平为宜，生长素类别以NAA优于2.4－D，试验范围内以MS＋6－BA1.0毫克／升－1＋NAA0.01毫克／升－1的增殖系数为高。

　　叶片愈伤组织诱导培养，接种3天叶片卷曲增厚。这不仅和6－BA／NAA相对比值有关（1∶3＞1∶2＞1∶1），且和其绝对用量水平紧密相关，综合试验结果以MS＋6－BA1.0毫克／升－1＋NAA3.0毫克／升－1时最高，达82.4％。

　　茎节培养过程中，经多次继代养殖，发现有皱叶性状变异的个体出现。同样的性状变异，在其他常春藤物种中有选育成新品种的应用范例，若能将变异性状加以分离、固定，并扩大养殖，在提高其观赏特性上具良好的应用前景，不失为一条途径。若能将组织培养技术和辐照诱变等育种手段相结合，则对常春藤育种研究有很大帮助。推荐阅读：红花继木的组培技术根雕—狂飙中华奇石神仙舞曲新几内亚凤仙的组织培养

　　凤仙是凤仙花科凤仙花属多年生常绿草本植物。新几内亚凤仙是凤仙花家族中的一个新品种。它花色丰富，四季开花，花期长，叶色独具特色，作为周年供应的时尚盆花，日益受到了人们的青睐。它的传统繁殖方法是通过播种繁殖，但播种繁殖需要恒定的温度，而且种子价格比较昂贵，发芽率低。近年来，用无性繁殖，利用组织培养技术，既可以在短期内取得大量的优质脱毒苗，又可避免因常规无性繁殖而导致的种性退化。具体可用新几内亚凤仙的茎段作为外植体，对其进行离体快速繁殖。

　　从新几内亚凤仙植株上剪取带有腋芽的嫩梢，去掉叶，先用自来水冲洗10分钟，再用洗洁剂溶液洗涤1－2次。在无菌条件下，依次用70%的酒精浸泡30秒钟，2%的次氯酸钠浸泡12分钟，无菌水冲洗3－5次。最后将处理好的嫩梢切成每个节间约0.5cm长的带芽茎段接种在预制好的初代培养基上。

　　分化培养基的选择以MS作为基本培养基，分别设置BA0.5、1.0、1.5、2.0 mg /L,NAA0.2、0.4、0.6、0.8mg/L各4种浓度，共16个组合。筛选分化培养基中BA和NAA最佳组合，3次重复。各培养基组合均加入蔗糖3%－4%，琼脂6－8g，Ad30mg/L，调PH值为5.8。

　　生根培养基的选择以MS为基本培养基，设置IBA0.3、0.6、0.9、1.2、1.5mg/L5种浓度，摸索最佳生根条件。各培养基均加入蔗糖2%－2.5%，琼脂6－8g，调PH值为5.8。

　　新接的外植体约30天萌发成苗，苗高2－3cm时，将小苗剪成0.5cm长带芽茎段，放入分化培养基中继代培养。

　　小苗生根培养根长达2cm时，进行移栽，先移入温室中炼苗1－2天，温室中培养2－3周后上盆。

　　以MS作基本培养基，4种浓度BA和4种浓度NAA组合，对新几内亚凤仙出苗影响见表1。

　　结果表明：芽的增殖和嫩梢的增长不仅取决于BA、NAA的绝对数量，而且取决于二者相对比例。浓度最大BA/NAA条件下，繁殖系数17达最大，而且嫩梢生长度也达到最大1.23，浓度最小BA/NAA条件下，繁殖系数、嫩梢长度之比为10/0.67，二者绝对值处于中间状态。综合芽的形成和嫩梢生长两种情况看：高浓度的BA（1.5－2.0mg/L）与NAA配合时，嫩梢生长较正常，平均株高1.09cm，增殖倍数为14，较低浓度的BA（0.5－1.0mg/L）与NAA配合时，繁殖系数为8.9，平均株高为0.68cm，长势不良，实验条件下以BA2.0mg/L+NAA0.2mg/L效果为最佳。

　　结果表明：开始生根天数随IBA浓度加大而缩短，IBA浓度从0.3－0.9mg/L范围内，随浓度加大，生根率、每株根数增加，超过0.9mg/L，生根率下降。且多形成粗大根，产生愈伤组织或从愈伤组织上再生根。实验条件下，以0.9mg/L生根效果最好，生根较快，根系生长正常，根数较多。

　　已生根小苗经20天，待根长达2cm时，取出试管苗，洗去根上琼脂，移至透水通气的蛭石中，先在培养室中温度20℃-25℃，相对湿度65%-75%条件下培养2-3周，然后移至散射自然光下炼苗1-2周，最后上盆进入温室，成活率可达95%以上。这期间除了注意保温保湿外，土壤湿度不宜太大，温度以23℃-25℃为好，注意采用杀菌剂保护，避免幼苗腐烂死亡。

　　MS+BA2.0mg/L+NAA0.2mg/L+Ad30g/L+蔗糖3%+琼脂8g/L,调PH值为5.8是新几内亚凤仙茎段培养较为理想培养基。继代培养天数约为30天左右，繁殖系数可达17，嫩梢生长正常。

　　在MS+IBA0.9mg/L+蔗糖2.2%+琼脂7g/L，调PH值为5.8的培养基上，新几内亚凤仙试管苗生根效果较好，生根率可达95.4%，根系发达，植株生长旺盛。

　　生根两周后的试管苗尚需炼苗2－3天，经培养室移植培养2－3周，自然光下1－2周炼苗可上盆入温室，成活率达95%以上，小苗成活关键是基质选择及温、湿度控制。

　　竹节秋海棠是秋海棠科秋海棠属的一种多年生常绿草本花卉，其花朵繁多，花色娇艳，花期特长（4——6个月），又较耐阴，适于栽培观赏，深受养花人的喜爱。但竹节秋海棠分株能力弱，茎段扦插成活率低，繁殖速度慢，性状易变异，无法满足市场需要。本文探讨的叶、叶柄、茎段为外植体的组培快繁技术，操作不受季节限制。通过组织培养，直接培育成再生植株，繁殖速度快，繁殖系数高，遗传性状稳定。并在壮苗生根阶段首次尝试用液培，效果甚是理想。液培苗粗壮，根系发达，移栽更易成活。bob.com出瓶、生根不易伤根，免受污染，洗苗、洗瓶也都更省工。我室出瓶移栽的竹节海棠苗，经半年种植，已正常开花。这为竹节秋海棠的快速繁殖提供了一条可靠而有效的途径，同时对其他植物的快速繁殖也可能有一定参考价值。现将竹节秋海棠组培快繁技术介绍如下：

　　以MS为基本培养基。诱导愈伤组织培养基：（1）MS＋BA3——5mg／L（单位下同）＋NAA0.1——0．5。丛生芽增殖培养基。（2）MS＋BA1．0＋NAA0.1。（3）MS十BA0.5十NAA0.1。（4）壮苗培养基：1／2MS（液体）。（5）诱导生根培养基：1／2MS ＋NAA0.2。上述培养基均加3．0%蔗糖、0.8%琼脂，pH值5．8。培养温度（24±2）℃，光照不宜过强，有80Olx左右即可，光照10h／d。

　　（一）无菌材料获得 将竹节秋海棠已平展之幼嫩叶片、叶柄、茎段先用适量洗衣粉对水洗涤，然后用自来水反复冲洗，于无菌条件下用75％酒精药棉擦拭干净，放于饱和漂白粉溶液10分钟，后置于0．1%升汞溶液中消毒2分钟，用无菌水冲洗5——6次，消毒滤纸吸收干表面水分，叶片切成0．5cm见方小块，叶柄、茎段则切成约长1cm左右长条，均接种于培养基（1）上。

　　（二）丛芽的诱导与增殖 接种、培养1周后，叶、叶柄、茎段周围开始膨大、增厚，质地变硬，逐渐形式黄绿色愈伤组织，3周后渐渐分化出小芽点，芽点继续生长，约5周左右形成明显的丛生芽。将丛生芽切成小块，接种于（2）和（3）培养基上进行增殖，小芽丛上不断分化出很多幼芽。叶、叶柄、茎段在两个培养基上增殖速率基本相同，约4周左右继代1次，增殖系数可达6——9。

　　（三）壮苗 在进行大量增殖阶段后，我们停止固体培养而改为液培，将分化芽转接到1／2MS，3周后，可发现生长健壮、个体粗壮的无根苗。这为以后生根、移苗出瓶，提高适应外界环境，增强抗病能力，提供了良好条件，移栽更易成活。

　　（四）根的诱导 将高约3cm、生长健硕的无根壮苗，接种到培养基（5）上。2周后，苗基部长出辐射状白色小根，每株生根5——7条，3周后，根伸长至1．0——1．5cm，生根率达100％。

　　（五）试管苗的移栽 将培养有试管苗的三角瓶盖打开，在实验室通风处炼苗3d，取出小苗，洗去根部残留培养基，种植前根部在0．2%Na2SO4溶液中滞留片刻。移栽到用高压灭菌消毒过的蛭石＋细沙＋园土（1：1：1）的混合基质中，地上部喷施0．1％多菌灵溶液，用薄膜覆盖，每天喷水2次，1周后揭膜，成活率在95％以上。

　　1).外植体诱导材料消毒的方法：在生长季节选取生长旺盛猪笼草的3～ 4厘米长的的顶芽或带侧芽的茎段为外植体，在自来水下冲洗干净后，先在70％酒精中浸泡30秒，再用0.1％升汞溶液消毒15分钟，无菌水冲洗4～5次，切掉基部伤口褐化部分，接种到培养基1/2MS+6-苄基嘌呤1.0毫克/升+萘乙酸0.05毫克/升+0.05％活性炭。5天后再转入新的同种培养基中防止褐化，40天能形成不定芽；

　　2).不定芽诱导和继代增殖：将诱导出的不定芽切割后再继代培养在相同的培养基增殖。一般40天为1个继代增殖周期，每1个继代增殖周期由1个芽可增殖形成3～4个芽；

　　3).生根培养：丛芽高约3～4厘米高时，切下接种到生根培养基 1/2MS+6-苄基嘌呤0.1毫克/升+萘乙酸0.5毫克/升+0.05％活性炭培养基上，根刚长出时较白，然而生出黑色的根毛，生根率可达95％，每个分化芽有根数6～8条。 4).试管苗移栽：当不定根长至1.5厘米以上时，在自然光照下炼苗10天，然后打开瓶塞，再炼苗2天，然后用镊子把试管苗从培养瓶中取出，洗掉根部培养基，栽入由沙和珍珠岩各半混合成的基质中，注意浇水、遮荫、保温，成活率可达95％以上。移栽后约40天后可上盆栽培。

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